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动物实验系列篇章之四——实验动物的除毛、给药方法

The cotton-top tamarin (Saguinus oedipus) has been baptised with this name due to its eye-catching crest of long white hairs from its forehead to its nape, which falls over its shoulders. The bottom part of the body is white, while the back and tail are orangey. They occupy the rainforests located at the foot of the Andes in northwest Colombia. They live in small family groups that defend their territory and feed primarily on fruits, insects and small vertebrates. This species is critically endangered due to the destruction of the forests where they live. More infos: http://www.iucnredlist.org/details/19823/0 Jeronimo = Name invented :o)

一、实验动物的除毛
在动物实验中,被毛有时会影响实验操作与观察,因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。

(一)剪毛法:剪毛法是将动物固定后,先用蘸有水的纱布把被毛浸湿,再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛,以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内,防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。

(二)拔毛法:拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。

(三)剃毛法:剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长,先要用剪刀将其剪短,再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透,然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。

(四)脱毛法:脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短,然后用棉球蘸取脱毛剂,在所需部位涂一薄层,2~3分钟后用温水洗去脱落的被毛,用纱布擦干,再涂一层油脂即可。

适用于狗等大动物的脱毛剂配方为:硫化钠10g,生石灰15g,溶于100ml水中。

适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为:1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状;2. 硫化钠8g,淀粉7g,糖4g,甘油5g,硼砂1g,加水75ml;3. 硫化钠8g溶于100ml水中。

二、实验动物的给药
在动物实验中,为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化,常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

(一)注射给药法

1. 皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部;豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位;兔在背部或耳根部注射;蛙可在脊背部淋巴囊注射;狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出。

2. 皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化,作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是:将动物注射部位的毛剪去,消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3. 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位,多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射。

4. 腹腔注射 先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0.5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。

5. 静脉注射 是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快,作用时间较短。

小鼠、大鼠的静脉注射:常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根, 左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用。操作时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用75%酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注,如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来,解除对尾根部的压迫后,便可进行注射。如有白色皮丘出现,说明未穿刺入血管,应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射,尽量从尾的末端开始。 一次的注射量为每10g体重0.1-0.2ml。

豚鼠的静脉注射:一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意。

兔的静脉注射:一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定。注射部位除毛,用75%的酒精消毒,手指轻弹兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近心端,拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器,尽量从静脉的远端刺入血管,移动拇指于针头上以固定,放开食、中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻以止血。

狗的静脉注射:狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈,从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入。

6. 淋巴囊注射 蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液。

(二)经口给药法

1. 口服法:把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便,缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

2. 灌胃法:在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4~5cm,直径为1mm,大鼠的灌胃针长约6~8cm,直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球,金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度,以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
鼠类的灌胃法:用左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的口腔插入,压迫鼠的头部,使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道,可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠深度为3~4cm,大鼠或豚鼠为4~6cm。常用灌胃量小鼠为0.2~1ml,大鼠1~4ml,豚鼠1~5ml。

狗、兔的灌胃法:先将动物固定,再将开口器的小孔插入动物口中,再慢慢沿上鄂壁插入食道,将灌胃管的外端浸入水中,如有气泡逸出,则说明灌胃管误入气管,需拔出重插。插好后,将注射器连于灌胃管将药液推入。灌胃结束后,先拔出灌胃管,再拿出开口器。一次灌胃能耐受的最大容积兔为80~100ml,狗为 200 ~250ml。

(三)其它途径给药方法

1. 呼吸道给药:呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等,特别在毒理学实验中应用更为广泛。

2. 皮肤给药:为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收。

3. 脊髓腔内给药:此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。

4. 脑内给药:此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化。

5. 直肠内给药:此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。

6. 关节腔内给药:此法常用于关节炎的动物模型复制。

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