可以，但得分情况来看： 如果质粒是线性化了（即被酶切成线状DNA）： 可以电转，但是效率明显低于超级螺旋质粒（超螺旋 plasmid，通常是未切割、天然状态下的质粒结构）。 线性质粒在细胞内容易被核酸酶降解，稳定性和转化成功率比超螺旋质粒低很多。 有些时候，比如做基因组编辑（CRISPR knock-in）、整合型表达载体（需要基因组插入时），反而故意使用线 …

这个问题问得很实际，也很关键，特别是在做质粒转化实验的时候容易遇到。 回答一：大肠杆菌电转后，4℃下操作是否会导致死亡？ 不会直接导致大面积死亡，但确实会影响转化效率。 电转后的大肠杆菌处于一种“受伤”的状态，细胞膜被电击短暂打破，虽然迅速恢复，但暂时很脆弱。 如果在电转后没有及时给予复苏（比如在SOC、LB等液体培养基中摇床复苏30–60分钟），就直接在低 …

好问题！在进行 慢病毒倍比稀释测定病毒滴度（titer） 的时候，DAY2 加入病毒时是否更换培养基，确实是一个关键点，对感染效率有一定影响。下面是两种常见操作方式，以及推荐做法： 推荐操作：先吸掉培养基，再加病毒（常规做法） 流程简述（以DAY2为节点）： DAY1：铺板细胞（如293T、HEK293，常用于测滴度）； DAY2：感染操作 吸掉旧培养基； …

原则上可以，具体要看以下几个条件： 步骤可行性： 分别包装：在293T细胞中分别转染两种构建（比如psPAX2 + pMD2.G + 各自的载体），收集病毒上清； 浓缩：超速离心或PEG浓缩，两种病毒分别处理； 混合感染：感染前混合两种浓缩后的病毒，用于感染小鼠CD8+ T细胞。 技术要点： T细胞激活：CD8+ T细胞对逆转录病毒天然不易感染，通常需要先用 …

可以。逆转录病毒（如MLV、lentivirus等）可以共感染同一细胞，尤其是不同病毒包装不同的转基因载体时，可以实现共转导（co-transduction），从而使同一细胞获得多个基因。 但要注意： 病毒滴度足够高：每个病毒的MOI（Multiplicity of Infection）需要合适，才有可能让同一细胞被两种病毒都感染。 标记或选择机制清晰：常用 …

既然目标蛋白的半衰期是30小时，说明它在细胞中相对稳定，也就是说，蛋白不会很快降解。 在使用siRNA干扰该蛋白的表达时，有几个关键时间点需要考虑： 一般siRNA作用流程： 转染后6–12小时：siRNA开始被细胞利用，mRNA水平开始下降。 24–48小时：mRNA水平通常显著降低（具体情况因靶基因和细胞类型而异）。 48–72小时：蛋白水平逐步下降，尤 …

通常，在计算滴度时，我们会选取某个稀释度的特定数据（如阳性细胞数），但这个数据往往是复孔的平均值，或者用于确认某个稀释度的数据是否可靠。因此，虽然计算公式中可能未直接体现复孔的作用，但复孔实际上已经在前期数据处理中起到了关键作用。 总结：复孔的作用是提高数据的稳定性和准确性，即使计算滴度时没有直接体现，实际上已经通过平均值计算、异常值排除等方式间接影响了最终 …

在慢病毒滴度测定的倍比稀释实验中，设置复孔主要有以下几个作用： 提高实验数据的可靠性由于生物实验存在一定的随机误差，复孔可以减少实验数据的偶然性，提高测量的准确性和重复性。 计算平均值，减少误差即使计算滴度时可能未直接用到每个复孔的数据，而是取某个稀释度下的阳性孔（如GFP阳性细胞数或抗生素筛选存活细胞数），但通常会计算复孔的平均值，以降低误差。 观察实验一 …

慢病毒滴度较低，通常需要较高的 MOI（如 20）才能有效感染，而正常病毒滴度较高，合适的 MOI 可能为 0.1。要将两者放在一起进行比较，可能需要考虑以下因素： 实验目的： 如果关注的是相同数量的感染细胞，可以根据感染效率调整 MOI，以保证相似的感染率。 如果关注的是病毒自身的感染特性，可能需要分别选择最佳 MOI 进行单独实验，再综合分析。 病毒载量 …

瞬时转染后，划痕实验的最佳时间取决于几个因素，包括转染效率、基因表达时机以及细胞状态。一般来说，常见的策略如下： 1. 24 小时后划痕（常规选择） 绝大多数瞬时转染的基因在 24 小时左右开始有较高的表达水平，因此转染 24 小时后划痕是一个常见的选择。 这个时间点可以确保大部分细胞已成功表达外源基因，同时细胞仍然具有良好的活力，不会因过度表达导致过早凋亡 …