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动物实验系列篇章之六——实验动物各种体液、骨髓的采集方法

一、消化液的采集
(一) 唾液

1. 直接抽取法 在急性实验中, 可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液,此法非常简单,但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。

2. 制造腮腺瘘法 在慢性实验中,收集狗的唾液,要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外,即以腮腺导管为中心,切成一直径约2~3cm的圆形粘膜片,将此粘膜片,与周围组织分开,穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。

二、胃液
1. 直接收集胃液法 急性实验时,先将动物麻醉,将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器,用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹,从幽门端向胃内插入一塑料管,再由口腔经食道将一塑料管插入前胃,用pH7.5、35℃左右的生理盐水,以12ml/h的流速灌胃,收集流出液,进行分析。

2. 制备胃瘘法 在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分,缝合起来形成小胃,主胃与小胃互不相通,主胃进行正常消化,从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法,可以待动物恢复健康后,在动物清醒状态下反复采集胃液。

三、胰液和胆汁
在动物实验中,主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部,在紧靠肠壁处切开胰管,结扎固定并与导管相连,即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管,在其入肠处插管固定,并在近肝门处结扎和另行插管,可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。

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四、脑脊液的采集
(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法:穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后,侧卧位固定,使头部及尾部向腰部尽量弯曲,剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤,右手持腰穿刺针垂直刺入,当有落空感及动物的后肢跳动时,表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔),抽去针芯,即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出,可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针方向及角度,如果脑脊液流的太快,插入针芯稍加阻塞,以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。

(二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法
在大鼠麻醉后,头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒,用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm)用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血,最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开,暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉,防止感染。采完脑脊液后,应注入等量的消毒生理盐水,以保持原来脑脊髓腔的压力。

五、尿液的采集
常用的采集方法较多,一般在实验前需给动物灌服一定量的水。

(一)代谢笼法:此法较常用,适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内。动物排便时,可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开,达到采集尿液的目的。
由于大、小鼠尿量较少,操作中的损失和蒸发,各鼠膀胱排空不一致等原因,都可造成较大的误差,因此一般需收集5小时以上的尿液,最后取平均值。

(二)导尿法:常用于雄性兔、狗。动物轻度麻醉后,固定于手术台上。由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹),可以采到没有受到污染的尿液。

(三)压迫膀胱法:在实验研究中,有时为了某种实验目的,要求间隔一定的时间,收集一次尿液,以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后,实验人员用手在动物下腹部加压,手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时,尿液会自动由尿道排出。此法适用于兔、狗等较大动物。

(四)输尿管插管法:动物麻醉后,固定于手术台上。剪毛、消毒,于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3~4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后,细心地分离出两侧输尿管,分别在靠近膀胱处穿线结扎。在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口,分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面),用留置的线结扎固定。可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水),塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上, 以便记录尿量。 在适用过程中应经常活动一下输尿管插管,以防阻塞。在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。

(五)膀胱插管法:腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后,用丝线结扎膀胱颈部,阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口,插入膀胱漏斗,用丝线做以荷包缝合固定。漏斗最好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。

(六)穿刺膀胱法:动物麻醉后固定于手术台上,在耻骨联合之上腹正中线剪毛,消毒后进行穿刺,入皮后针头应稍改变一下角度,以避免穿刺后漏尿。

(七)剖腹采尿法:同穿刺法做术前准备,皮肤准备范围应大一点。剖腹暴露膀胱,操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱,右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。

(八)反射排尿法:适用于小鼠,因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。故需采取少量尿液时,可提起小鼠,将排出的尿液接到带刻度的容器内。

六、精液的采集
(一)人工阴道采集精液(semen):体型较大的动物,如狗、猪、羊等,可用一专门的人工阴道套在发情的雄性动物阴茎上,采集精液。也可将人工阴道置入雌性动物的阴道内,待动物交配完毕后,取出人工阴道采集精液。还可将人工阴道固定在雌性动物外生殖器附近,雄性动物阴茎开始插入时,立即将其阴茎移入人工阴道内,待其射精完毕后,采集人工阴道内的精液。

(二)阴道栓采集精液:大小鼠雌雄交配后,24小时内可在雌性动物阴道口出现白色透明的阴道栓,这是雄鼠的精液和雌鼠阴道分泌液在阴道内凝固而成的,取阴道栓涂片染色可观察到凝固的精液。

(三)其它采集精液法:将发情的雌性动物放在雄性动物一起,当雄性动物被刺激发情后,立即将雄性动物分开,再用人工法刺激其射精。也可按摩雄性动物的生殖器或用电刺激其发情中枢或性敏感区,使其射精。

七、阴道内液体的采集
(一)棉拭子法:用消毒棉拭子旋转插入动物阴道内,然后在阴道内轻轻转动几下后取出,即可进行涂片镜检。有的适用如大、小鼠等,阴道液较少,取其阴道液时,可用先浸湿后又挤尽无菌生理盐水的棉拭子取阴道液,这种棉拭子比干棉拭子容易插入阴道。对体型较大的实验动物,也可先按摩或刺激其阴部,而后再采集其阴道液。

(二)滴管法:用消毒的钝头滴管吸取少量的无菌生理盐水插入动物阴道内,然后挤出生理盐水后又吸入,反复几次,吸取阴道冲洗液滴于玻片上制片、染色镜检。

(三)刮取法:用光滑的玻璃小勺或牛角制的小刮片慢慢插入阴道内,在阴道壁轻轻刮取一点阴道内含物,进行涂片镜检。

八、胸水的采集
收集胸水常采用穿刺法。如果实验不要求动物继续存活,也可用处死动物剖胸取胸水。穿刺部位在动物脊侧腋后线胸壁第11~12肋间隙穿刺较安全。此部位是肺最下界之外侧,既可避免损伤肺组织造成气胸,又易采集在隔肋窦的胸水。此外,也可在腹侧胸壁近胸骨左侧缘第4~5肋间隙穿刺。

动物穿刺部位剪毛、消毒,操作者左手拇、食指绷紧肋间穿刺部位的皮肤,用带夹的橡皮管套上12~14号针头,沿肋骨前缘小心地垂直刺入。当有阻力消失或落空感时,表示已穿入胸腔。再接上针管,除去夹子,缓缓抽取胸水。如果有条件在穿刺针头与注射器之间连一个三通管,但应注意正确运用三通管。穿刺结束迅速拔出针头,轻揉穿刺部位,促进针孔闭合并注意消毒。
操作中严防空气进入胸腔,始终保持胸腔负压。穿刺应用手控制针头的深度,以防穿刺过深刺伤肺脏。

九、腹水的采集
抽取狗等大动物腹水,让狗按自然站立位固定,穿刺部位在耻骨前缘与脐之间,腹中线两侧。剪毛消毒,局部浸润麻醉。操作者左手姆、食指紧绷穿刺部位的皮肤,右手控制穿刺深度做垂直穿刺。注意不可刺的太深,以免刺伤内脏。穿刺针进入腹腔后,腹水多时可见因腹压高而自动流出。腹水太少可轻轻回抽,并同时稍稍转动一下针头,一旦有腹水流出,立即固定好针头及注射器的位置连续抽取。

抽取大鼠、小鼠的腹水方法简单,用左手拇指及食指捏住动物颈部皮肤,无名指、小手指及手掌夹住其尾巴固定好动物,使其腹部略朝上,在腹股沟和腹中线之间,消毒皮肤,用8号针头刺入腹腔,如腹压高腹水自然流出,如腹水太少,可借助注射器抽取。
抽腹水时注意不可速度太快,腹水多时不要一次大量抽出,以免因腹压突然下降导致动物出现循环功能障碍等问题。

十、骨髓的采集
1. 大鼠、小鼠骨髓的采集:用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨,用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液,冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作检查,可将胸骨或股骨剪断,将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上,混匀后涂片凉干即可染色检查。

2. 大动物骨髓的采集:狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。 先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤,然后估计好皮肤到骨髓的距离,把骨髓穿刺针的长度固定好。操作人员用左手把穿刺点周围的皮肤绷紧,右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入,穿入固定后,轻轻左右旋转将穿刺针钻入,当穿刺针进入骨髓腔时常有落空感。狗骨髓的采集,一般采用髂骨穿刺。

狗等大动物常用的骨髓穿刺点:胸骨:穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处。肋骨:穿刺部位是第5~7肋骨各点的中点。胫骨:穿刺部位是股骨内侧、靠下端的凹面处。如果穿刺采用的是肋骨,穿刺结束后要用胶布封贴穿刺孔,防止发生气胸。

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