单独电转mRNA（GFP）信号很好，但一旦同时把DNA一起电转，GFP荧光显著下降。这个往往不是“挤占表达资源”这么简单，更多是由“电转参数 + 细胞先天免疫反应 + 总核酸/盐负载”三方面共同导致。给你一个可操作、优先级排序的排障与优化清单（不需要额外设备就能尝试）：

先做两件最快见效的事

1. 把DNA量往下砍 10–100×（起始试 10 ng～100 ng/反应）
   同时保持总核酸质量恒定（否则脉冲/电导会变），用无编码的惰性载体补足（如无模板的短寡核苷酸、低量tRNA/ssDNA，而不要再加大块质粒）。大量、带负电的大分子DNA会改变电场、提高局部导电性并影响孔化，同时更容易触发DNA感知通路（cGAS–STING/TLR9），导致全局翻译被抑制，mRNA信号就会掉。

2. 换用“适用于质粒DNA或混合转染”的Lonza程序/缓冲体系
   你现在用的是“mRNA专用程序”，对大分子质粒往往过强或时机不匹配。对同一细胞系，Lonza的程序码（pulse code）通常分DNA/mRNA不同版本；混合载荷时请以DNA程序为主再微调（或用官方推荐的“co-transfection”程序）。常见微调：降低脉冲强度/次数或缩短脉冲，避免细胞过度应激。

再做影响中等但很关键的优化

3. 把DNA的“质量”做到极致

   • 超螺旋、高纯、无内毒素（EndoFree）制备；内毒素会强烈诱导干扰素反应，秒杀翻译。

   • 低盐/无TE上样：尽量用无核酸酶水上样，避免高盐或大量Tris/EDTA（会增加导电性、易打火、降低孔化一致性）。

   • 若可选，试小体积/小骨架或CpG-低的载体（甚至minicircle），更不易激活免疫感知。

4. 优化mRNA的免疫相容性

   • 采用N1-甲基假尿苷（m1Ψ）等修饰、Cap 1、纯化去除dsRNA副产物（HPLC或商用“去dsRNA”试剂）。

   • 这些能显著降低RIG-I/MDA5/PKR通路的激活，防止eIF2α磷酸化导致翻译普降。单独转时你看不出，但一旦加DNA，免疫刺激叠加就“压垮骆驼”。

5. 维持相同的“总体积、总核酸量、渗透压/电导”
   电转对缓冲电导很敏感。你做对照时，保证单转与共转的总核酸质量一致（用惰性核酸补足），体系体积一致；否则只是电学条件变了，不是生物学变量在变。

策略性变通（常常一招见效）

6. 分步转染（序贯而非同时）

   • 方案A：先电转mRNA（获得快速表达），6–24 h后再转DNA（可用更温和的化学法或再电转一次，用DNA程序）。

   • 方案B：先电转DNA，24 h后待细胞恢复再电转mRNA。
     目的：错开发炎峰值与电损伤窗口，避免“叠加应激”造成翻译抑制。

7. 轻度抑制先天免疫（仅在需要且细胞类型允许时）

   • 常用：B18R（I型干扰素“诱饵”受体，外加蛋白），或低剂量TBK1抑制剂（如BX795）短时间处理。

   • 谨慎使用，先做小规模试验，注意对下游实验读数的潜在影响。

实验设计与判读的小技巧

• 做DNA梯度 + 固定mRNA量：例如 0 / 10 / 25 / 50 / 100 / 250 ng DNA，流式看GFP阳性率与MFI的变化，同时测活率。你会很快找到“阈值”。

• 加一个免疫激活报告或干扰素qPCR（如IFIT1、ISG15、MX1）：验证是否真的是免疫/翻译抑制在作祟。

• 检查细胞状态：对数生长期、低传代、足够恢复时间；电转后给足营养（含谷氨酰胺、新鲜血清），必要时加入抗氧化/修复支持（如低剂量NAC，谨慎）。

• 分辨表达 vs 存活：用活死染（PI/7-AAD）配合GFP，确认不是存活率差异导致的“假低”。

一个可复用的最小优化流程（示例）

1. 用DNA程序，细胞同一批次；

2. mRNA固定（与你单转时一样的质量），DNA从25 ng起做梯度；

3. DNA、mRNA都用无盐水新鲜配制进电转缓冲，总核酸质量恒定；

4. 电转后立即换入预温培养基，静置恢复10–15 min再轻轻混匀；

5. 6 h、24 h做流式/成像。若仍显著抑制：

   • 替换CpG低/小骨架质粒或减量到10 ng级；

   • 换用修饰mRNA + 去dsRNA版本；

   • 尝试分步转染。

按这个顺序一般都能把“共转导致mRNA信号暴跌”的问题解决到接近“单转水平”。