老师，请问我在进行稳转细胞系筛选，密度太高，可以一直用➕抗生素培养基放着等慢慢筛吗？因为有事情两天不在细胞房

回答：不建议简单地“一直用加抗生素的培养基放着等两天”。

这样做的主要风险在于：

1. 细胞密度过高：细胞会因接触抑制而停止生长，但会持续消耗营养并产生大量代谢废物，导致培养基迅速变酸（变黄），细胞健康状态急剧下降，甚至大量死亡。
2. 死亡细胞干扰：凋亡或坏死细胞的DNA和内容物会释放到培养基中，这些物质对周围存活细胞有毒性，会严重影响后续筛选出的细胞系的健康度和筛选效率。
3. 选择压力失效：虽然抗生素还在，但恶劣的环境本身就会对细胞（包括可能成功转染的细胞）造成巨大压力，导致大量细胞死亡，你无法区分细胞死亡是因为抗生素筛选还是因为环境太差，这会大大降低筛选效率，甚至导致筛选失败。

 因为你两天无法操作，最好的办法是采取一个“维持状态，延缓生长”的策略。这里有几个选项，按推荐顺序排列：

方案一：换液降血清（首选推荐）

这是最稳妥、对细胞伤害最小的办法。

1. 操作：在你离开细胞房之前，务必给细胞换一次新鲜的、含有筛选抗生素的完全培养基。
2. 关键步骤：将培养基中的血清浓度降低（例如从10%的FBS降到2%-5%）。血清是细胞生长的主要促进因子，降低血清可以有效地让细胞进入“休眠”或缓慢生长状态，从而避免在你离开的两天内过度增殖或耗尽营养。
3. 优点：既维持了抗生素筛选压力，又通过降低营养减缓了细胞代谢，保证了细胞环境的稳定。两天后你回来，细胞应该仍然处于一个比较健康的状态，可以继续正常筛选流程。

方案二：提前传代（次选）

如果时间来得及，这是另一个好方法。

1. 操作：在你离开前，将过度密集的细胞进行消化传代。
2. 关键步骤：以一个较低密度（例如20%-30%汇合度）重新接种到新的培养瓶/皿中，然后加入新鲜的、含抗生素的完全培养基（血清浓度可以正常使用10%）。
3. 优点：为细胞提供了两天的生长空间和充足营养。等你回来时，细胞可能刚好长到50%-70%的合适密度，可以直接进行后续操作或继续加抗生素维持。

方案三：暂时降温（条件允许可考虑）

如果你们的细胞房或培养箱条件允许，这是一个“黑科技”方法。

1. 操作：将细胞暂时移至一个较低温度的环境（例如 30-33°C）的培养箱中。
2. 原理：低温会显著降低细胞的代谢速率，使其生长几乎停滞。
3. 注意：绝对不能低于30°C，否则对很多哺乳动物细胞会造成不可逆的损伤。并且要确保该环境CO2浓度稳定。如果没有备用培养箱，这个方案操作难度较大。

总结与行动计划：

1. 立即行动：不要再等待。
2. 最佳选择：采用方案一（换液+降血清）。这是对你当前情况最简单有效的处理方式。

吸掉旧培养基，用PBS轻轻清洗一下细胞，去除死细胞碎片。

加入新鲜配制的、含有筛选抗生素的、低血清浓度（如2%-5%） 的完全培养基。

轻轻放入培养箱，两天后回来再根据细胞状态换成正常血清浓度的筛选培养基继续培养。

回来之后：两天后回来，第一件事就是观察细胞状态（密度、培养基颜色、细胞形态），如果培养基很黄，立即换液。如果细胞状态依然很好，就继续你的稳转筛选流程。

千万不要直接放着不管！多花十几分钟的时间处理一下，可以为你节省接下来几周甚至更长的重复实验时间。